Нуклеотидные замены в гене устойчивости к галловым нематодам сахарной свеклы

Цель работы – апробация специфических праймеров NEM06FWD2/NEM06REV2 и nem06FWD1/nem06REV1 для изучения гена устойчивости R6m-1 к галловым нематодам (Meloidogyne spp.) в селекционных образцах сахарной свеклы. Материалом для исследования служили растения сахарной свеклы отечественной и зарубежной селекции. Для выявления связи гена R6m-1, локализованного на хромосоме 1 и контролирующего стабильный уровень работы сигнальных киназ, с устойчивостью сахарной свеклы к фитопатогенам, проведен ПЦР-анализ 10 образцов сахарной свеклы с использованием 2 пар молекулярно-генетических маркеров. Вследствие амплификации выявлены ДНК-фрагменты длиной ~500 п.н. и ~100 п.н. В результате секвенирования полученных нуклеотидных последовательностей участка гена R6m-1 с последующим выравниванием в программе Geneious Prime идентифицированы 3 однонуклеотидные замены (A/G, G/C и G/A) в устойчивом генотипе МС11018. В гибриде иностранной селекции Хамбер обнаружена одна нуклеотидная замена (A/G) и 3 делеции. Можно предположить, что указанные SNPs могут формировать устойчивость путем замен аминокислоты в полипептидной цепи. Показано, что применяемые маркеры позволяют также дифференцировать гомозиготные и гетерозиготные генотипы по данному аллелю.

1. Monteiro F., Frese L., Castro S., Duarte M., Paulo O., Loureiro J., Romeiras M. Genetic and Genomic Tools to Assist Sugar Beet Improvement: The Value of the Crop Wild Relatives. Front Plant Sci. 2018; 9: 74. doi.org/10.3389/fpls.2018.00074

2. Kagami H., Kurata M., Matsuhira H. Sugar beet (Beta vulgaris L.). Methods Mol. Biol. 2015;1223: 335–347. doi.org/10.1007/978-1-4939-1695-5_27

3. Shakeel A., Khan A., Upadhyay S. Eco-friendly dualedged management of fly ash and its antagonistic interplay with Meloidogyne incognita on beetroot (Beta vulgaris L.). Environmental Research. 2022;209:112767. doi.org/10.1016/j.envres.2022.112767

4. Nguyen T.D., Trinh Q.P. First report of an important sheat nematode, Hemicycliophora poranga, associated with sugar beet (Beta vulgaris L.) in Vietnam. Helminthologia. 2021;58(3): 333 – 338. doi 10.2478/helm-2021-0033

5. El-Nagdi W.M., El-Fattah A.I. Controlling root-knot nematode, meloidogyne incognita infecting sugar beet using some plant residues, a biofertilizer, compost and biocides. Journal of Plant protection research. 2011;51;2: 107-113.

6. Ghaemir R., Pourjam E., Safaie N. Molecular insights into the compatible and incompatible interactions between sugar beet and the beet cyst nematode. BMC Plant Biology. 2020;20;483: 3-16. doi. 10.1186/s12870-020-02706-8

7. Шестеперов А.А., Федотова Е. Л., Закабунина Е.Н., Колесова Е.А. Создание нематодоустойчивых сортов и гибридов сельскохозяйственных культур. Учебное пособие. 2004. М. РГАЗУ. C. 97.

8. Fank A., Galewski P., McGrath M. Nucleotide-binding resistance gene signatures in sugar beet, insights from a new reference genome. The Plant Journal. 2018;95: 659-671. doi.org/10.1111/tpj.13977

9. Albar L., Bangratz-Reyser M., Hebrard E., Ndjiondjop N., Jones M., Ghesquiere A. Mutations in the eIF (ISO) 4G Translation Initiation Factor Confer High Resistance of Rice Yellow Mottle Virus. The Plant Journal. 2006;47: 417-426. doi.org/10.1111/j.1365-313X.2006.02792.x

10. Zhang C. L., Xu D. C., Jiang X. C., Zhou Y., Cui J., Zhang C. X., Chen D. F., Fowler M. R., Elliott M. C., Scott N. W., Dewar A. M., Slater A. Genetic Approaches to Sustainable Pest Management in Sugar Beet (Beta vulgaris). Ann. Appl. Biol. 2008;152: 143-156.

11. Weiland J., Yu M. A Cleaved Amplified Polimorphic Sequence (CAPS) Marker Associated with Root-Knot Nematode Resistance in Sugar beet. Crop Sci; 2003;43: 1814-1818.

12. Bakooie M., Pourjam E., Mahmoudi S., Safaie N., Naderpour M. Development of an SNP Marker for Sugar Beet Resistance/Susceptible Genotyping to Root-Knot Nematode. J. Agr. Sci. Tech. 2015;17: 443-454.

13. Hamajima N., Saito T., Matsuo K., Tajima K. Competitive Amplification and Unspecific Amplification in Polymerase Chain Reaction with Confronting Two-pair Primers. J. Mol. Diagn. 2002;4: 103–107. doi.org/10.1016/S1525-1578(10)60688-5

14. Mahuku G.S. A simple extraction method suitable for PCRbased analysis of plant, fungal, and bacterial DNA. Plant Mol. Biol. Rep. 2004;22: 71-81. doi.org/10.1007/BF02773351

15. Hussein A.S., Nalbandyan A.A., Fedulova T.P., Bogacheva N.N. Efficient and nontoxic DNA isolation method for PCR analysis. Russian Agricultural Sciences. 2014;4;3: 177-178.