Транскрипты генов COL4A2, IRG1, MMP12 как потенциальные биомаркеры качества спермы быков

Актуальность. Цель исследований данной работы заключается в валидации транскриптов генов-кандидатов сперматозоидов COL4A2, IRG1, MMP12, полученных с помощью РНК-Seq и корреляционного анализа их уровня экспрессии с высокими и низкими показателями качества сперматозоидов быков голштинской породы.

Методы. Исследованы 18 проб эякулята криоконсервированной спермы. Проведены анализ относительной экспрессии генов-кандидатов COL4A2, IRG1, MMP12 и анализ ранговой корреляции при помощи критерия Спирмена.

Результаты. Результаты исследования показали, что относительная экспрессия исследуемых генов COL4A2, IRG1, MMP12 была преимущественно ниже в сперматозоидах, имеющих низкую продуктивность, что подтверждают результаты полного транскриптомного анализа, где также пониженная дифференциальная экспрессия наблюдалась в группе быков с плохой продуктивностью. Статистически достоверные различия уровней экспрессии тотальной РНК сперматозоидов изучаемых генов были получены для всех генов в обеих группах быков. Анализ корреляции выявил высокую зависимость между уровнем экспрессии исследуемых генов COL4A2, IRG1, MMP12 и значимыми показателями качества спермы. Транскрипты генов COL4A2, IRG1 показали высокую достоверную отрицательную корреляцию с подвижностью сперматозоидов, содержанием живых и нормальных клеток и средним содержанием Ca₂⁺. Достоверная положительная корреляция наблюдалась для нежелательных признаков, таких как содержание мертвых и дефектных клеток. Транскрипт гена MMP12 имел противоположный эффект в сравнении с генами IRG1 и COL4A2. Уровень экспрессии гена MMP12 показал достоверно высокую корреляцию с подвижностью сперматозоидов и отрицательную — с содержанием мертвых и дефектных клеток.

1. Yánez-Ortiz I., Catalán J., Rodríguez-Gil J.E., Miró J., Yeste M. Advances in sperm cryopreservation in farm animals: Cattle, horse, pig and sheep. Animal Reproduction Science. 2022; 246: 106904. https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2021.106904

2. Lemma A. Effect of Cryopreservation on Sperm Quality and Fertility. Manafi M. (ed.). Artificial Insemination in Farm Animals. InTech. 2011; 191‒216. https://doi.org/10.5772/16563

3. Fraser L., Brym P., Mogielnicka-Brzozowska M. Wasilewska K. Total RNA quality in boar spermatozoa with different freezability. Polish Journal of Veterinary Sciences. 2019; 22(1): 181‒185. https://doi.org/10.24425/pjvs.2019.127085

4. Khan I.M. et al. Impact of Cryopreservation on Spermatozoa Freeze-Thawed Traits and Relevance OMICS to Assess Sperm Cryo-Tolerance in Farm Animals. Frontiers in Veterinary Science. 2021; 8: 609180. https://doi.org/10.3389/fvets.2021.609180

5. Ďuračka M., Benko F., Tvrdá E. Molecular Markers: A New Paradigm in the Prediction of Sperm Freezability. International Journal of Molecular Sciences. 2023; 24(4): 3379. https://doi.org/10.3390/ijms24043379

6. Barkova О.Yu. Starikova D.A., Chistyakova I.V., Pleshanov N.V. Whole Genome RNA Sequencing in Holstein Bull Spermatozoa with Different Cryoresistance. Russian Journal of Genetics. 2025; 61(4): 395–404. https://doi.org/10.1134/S1022795424701795

7. Highland H.N., Rishika A.S., Almira S.S., Kanthi P.B. Ficoll-400 density gradient method as an effective sperm preparation technique for assisted reproductive techniques. Journal of Human Reproductive Sciences. 2016; 9(3): 194–199. https://doi.org/10.4103/0974-1208.192070

8. Garner D.L., Thomas C.A. Organelle-specific probe JC-1 identifies membrane potential differences in the mitochondrial function of bovine sperm. Molecular Reproduction and Development. 1999; 53(2): 222–229. https://doi.org/10.1002/(SICI)1098-2795(199906)53:2<222::AIDMRD11>3.0.CO;2-L

9. Garner D.L., Johnson L.A., Yue S.T., Roth B.L., Haugland R.P. Dual DNA Staining Assessment of Bovine Sperm Viability Using SYBR-14 and Propidium Iodide. Journal of Andrology. 1994; 15(6): 620–629. https://doi.org/10.1002/j.1939-4640.1994.tb00510.x

10. Harrison R.A.P., Mairet B., Miller N.G.A. Flow cytometric studies of bicarbonate-mediated Ca2+ influx in boar sperm populations. Molecular Reproduction and Development. 1993; 35(2): 197–208. https://doi.org/10.1002/mrd.1080350214

11. Harshitha R., Arunraj D.R. Real-time quantitative PCR: A tool for absolute and relative quantification. Biochemistry and Molecular Biology Education. 2021; 49(5): 800–812. https://doi.org/10.1002/bmb.21552

12. Kühn K. Basement membrane (type IV) collagen. Matrix Biology. 1995; 14(6): 439–445. https://doi.org/10.1016/0945-053x(95)90001-2

13. Li L. et al. A local regulatory network in the testis mediated by laminin and collagen fragments that supports spermatogenesis. Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology. 2021; 56(3): 236–254. https://doi.org/10.1080/10409238.2021.1901255

14. Liu S.-W., Li H.-T., Ge R.-S., Cheng C.Y. NC1-peptide derived from collagen α3 (IV) chain is a blood-tissue barrier regulator: lesson from the testis. Asian Journal of Andrology. 2021; 23(2): 123–128. https://doi.org/10.4103/aja.aja_44_20

15. Kisling A., Lust R.M., Katwa L.C. What is the role of peptide fragments of collagen I and IV in health and disease?. Life Sciences. 2019; 228: 30–34. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2019.04.042

16. Tallam A. et al. Gene Regulatory Network Inference of Immunoresponsive Gene 1 (IRG1) Identifies Interferon Regulatory Factor 1 (IRF1) as Its Transcriptional Regulator in Mammalian Macrophages. PLoS ONE. 2016; 11(2): e0149050. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0149050

17. Naujoks J. et al. IFNs Modify the Proteome of Legionella-Containing Vacuoles and Restrict Infection Via IRG1-Derived Itaconic Acid. PLoS Pathogens. 2016; 12(2): e1005408. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005408

18. Chen M. et al. Itaconate is an effector of a Rab GTPase cell-autonomous host defense pathway against Salmonella. Science. 2020; 369(6502): 450–455. https://doi.org/10.1126/science.aaz1333

19. Jaiswal A.K. et al. Irg1/itaconate metabolic pathway is a crucial determinant of dendritic cells immune-priming function and contributes to resolute allergen-induced airway inflammation. Mucosal Immunology. 2022; 15(2): 301–313. https://doi.org/10.1038/s41385-021-00462-y

20. Matulova M. et al. Characterization of Chicken Spleen Transcriptome after Infection with Salmonella enterica Serovar Enteritidis. PLoS ONE. 2012; 7(10): e48101. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0048101

21. Smith J. et al. Systems Analysis of Immune Responses in Marek’s Disease Virus-Infected Chickens Identifies a Gene Involved in Susceptibility and Highlights a Possible Novel Pathogenicity Mechanism. Journal of Virology. 2011; 85(21): 11146–11158. https://doi.org/10.1128/JVI.05499-11

22. Ji J. et al. IRG1/ACOD1 promotes neutrophil reverse migration and alleviates local inflammation. Journal of Leukocyte Biology. 2024; 116(4): 854–863. https://doi.org/10.1093/jleuko/qiae110

23. Kuntschar S. et al. Mmp12 Is Translationally Regulated in Macrophages during the Course of Inflammation. International Journal of Molecular Sciences. 2023; 24(23): 16981. https://doi.org/10.3390/ijms242316981

24. Atikuzzaman M., Alvarez-Rodriguez M., Vicente-Carrillo A., Johnsson M., Wright D., Rodriguez-Martinez H. Conserved gene expression in sperm reservoirs between birds and mammals in response to mating. BMC Genomics. 2017; 18: 98. https://doi.org/10.1186/s12864-017-3488-x