Температурная зависимость активности нового бактериофага в отношении возбудителя сосудистого бактериоза капусты Xanthomonas campestris pv. campestris

Сосудистый бактериоз капусты, вызываемый грамотрицательной бактерией Xanthomonas campestris pv. campestris (Xcc), остается значительной угрозой для выращивания капустных, особенно в условиях ужесточения ограничений на применение химических средств защиты растений. В работе представлены результаты характеристики нового бактериофага Murka, активного против 64,3% исследованных штаммов возбудителя, включая циркулирующие в Центральной Европе и России. Модельные эксперименты в мультиканальном биореакторе позволили определить температурную зависимость взаимодействия фага и бактерии в диапазоне 15–45 °C. Установлено, что наибольшая литическая активность и накопление фаговых частиц достигаются при температуре культивирования 20–30 °C. Это указывает на перспективность применения фага Murka в различных климатических зонах. Фаг проявил устойчивость к хлороформу, стабильность в диапазоне pH 6–10 и утрату активности при температурах выше 50 °C. Морфологически Murka относится к роду Mioviruses, генетически — к роду Foxunavirus. Геном фага длиной 43 277 п. о. содержит 83 ORF-гена, из которых 41 с предполагаемой функцией, а 42 — гипотетические белки. Дополнительные испытания показали, что даже при температурных колебаниях фаг способен эффективно контролировать рост бактерии. Особое внимание уделено возможности использования фага на ранних этапах вегетации растений, например при предпосевной обработке семян, когда условия способствуют максимальной стабильности и эффективности фаготерапии. В дальнейшем планируется проведение in planta испытаний в условиях открытого грунта, что позволит определить оптимальные регламенты применения и интеграцию применения фага в комплексную систему защиты капусты от сосудистого бактериоза.

1. Liu Z. et al. Physical, chemical, and biological control of black rot of Brassicaceae vegetables: A review. Frontiers in Microbiology. 2022; 13: 1023826. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.1023826

2. Ignatov A. A possible role of LPS structure in climate adaptation of Xanthomonas campestris. 4th Annual Conference of the EuroXanth COST Action Integrating Science on Xanthomonadaceae for integrated plant disease management in Europe. Virtual Conference. 2021. https://doi.org/10.13140/RG.2.2.15969.02400

3. Nair A., Ghugare G.S., Khairnar K. An Appraisal of Bacteriophage Isolation Techniques from Environment. Microbial Ecology. 2022; 83(3): 519–535. https://doi.org/10.1007/s00248-021-01782-z

4. Seeley N.D., Primrose S.B. The Effect of Temperature on the Ecology of Aquatic Bacteriophages. Journal of General Virology. 1980; 46(1): 87–95. https://doi.org/10.1099/0022-1317-46-1-87

5. Тараканов Р.И., Игнатов А.Н., Джалилов Ф.С. Выделение бактериофагов Pseudomonas savastanoi pv. glycinea и их использование в защите сои от бактериального ожога. Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2020; (4): 43–53. https://www.elibrary.ru/fzasld

6. Holtappels D. et al. The potential of bacteriophages to control Xanthomonas campestris pv. campestris at different stages of disease development. Microbial Biotechnology. 2022; 15(6): 1762–1782. https://doi.org/10.1111/1751-7915.14004

7. Weiss B.D., Capage M.A., Kessel M., Benson S.A. Isolation and Characterization of a Generalized Transducing phage for Xanthomonas campestris pv. campestris. Journal of Bacteriology. 1994; 176(11): 3354–3359. https://doi.org/10.1128/jb.176.11.3354-3359.1994

8. Lukianova A.A. et al. Morphologically Different Pectobacterium brasiliense Bacteriophages PP99 and PP101: Deacetylation of O-Polysaccharide by the Tail Spike Protein of Phage PP99 Accompanies the Infection. Frontiers in Microbiology. 2019; 10: 3147. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.03147

9. Lelliot R.A., Stead D.E. Methods for the Diagnosis of Bacterial Diseases of Plants. Oxford: Blackweell. 1987; vii, 216. ISBN 978-0-632-01233-6

10. Lee Y.-A., Yang P.-Y., Huang S.-C. Characterization, Phylogeny, and Genome Analyses of Nonpathogenic Xanthomonas campestris Strains Isolated from Brassica Seeds. Phytopathology. 2020; 110(5): 981–988. https://doi.org/10.1094/PHYTO-08-19-0319-R

11. Peňázová E., Kopta T., Jurica M., Pečenka J., Eichmeier A., Pokluda R. Testing of Inoculation Methods and Susceptibility Testing of Perspective Cabbage Breeding Lines (Brassica oleracea convar. Capitata) to the Black Rot Disease Caused by Xanthomonas campestris pv. Campestris. Acta Universitatis Agriculturae et Silviculturae Mendelianae Brunensis. 2018; 66(1): 139–148. https://doi.org/10.11118/actaun201866010139

12. Tilahun B., Yinur D., Zenabu D., Menesha F.M. Isolation and identification of Enset wilt disease causing bacteria using 16S rRNA Gene Sequence samples collected from Gurage zone, Ethiopia. Journal of Life Science and Biomedicine. 2020; 10(4): 51–58. https://doi.org/10.51145/jlsb.2020.7

13. Tarakanov R.I. et al. Ayka, a Novel Curtobacterium Bacteriophage, Provides Protection against Soybean Bacterial Wilt and Tan Spot. International Journal of Molecular Sciences. 2022; 23(18): 10913. https://doi.org/10.3390/ijms231810913

14. Beňo F., Horsáková I., Kmoch M., Petrzik K., Krátká G., Ševčík R. Bacteriophages as a Strategy to Protect Potato Tubers against Dickeya dianthicola and Pectobacterium carotovorum Soft Rot. Microorganisms. 2022; 10(12): 2369. https://doi.org/10.3390/microorganisms10122369

15. Maina A.N., Mwaura F.B., Wagacha J.M., Jumba M., Aziz R.K., Nour El-Din H.T. Phenotypic characterization of phage vB_vcM_Kuja. Journal of Basic Microbiology. 2023; 63(5): 481–488. https://doi.org/10.1002/jobm.202200635

16. Allen R.J., Waclaw B. Bacterial growth: a statistical physicist’s guide. Reports on Progress in Physics. 2019; 82(1): 016601. https://doi.org/10.1088/1361-6633/aae546

17. Evseev P.V. et al. Characterisation of New Foxunavirus Phage Murka with the Potential of Xanthomonas campestris pv. campestris Control. Viruses. 2024; 16(2): 198. https://doi.org/10.3390/v16020198

18. Cristobal-Cueto P., García-Quintanilla A., Esteban J., García-Quintanilla M. Phages in Food Industry Biocontrol and Bioremediation. Antibiotics. 2021; 10(7): 786. https://doi.org/10.3390/antibiotics10070786

19. Fontana R. et al. Effects of Moringa oleifera Leaf Extracts on Xanthomonas campestris pv. campestris. Microorganisms. 2021; 9(11): 2244. https://doi.org/10.3390/microorganisms9112244

20. Esgalhado M.E., Roseiro J.C., Collaço M.T.A. Interactive Effects of pH and Temperature on Cell Growth and Polymer Production by Xanthomonas campestris. Process Biochemistry. 1995; 30(7): 667–671. https://doi.org/10.1016/0032-9592(94)00044-1

21. Choi Y.K., Han S.M., Lee S.M., Soh J.O., Lee S.K., Lee J.H. Investigation of the Relation between Temperature and M13 Phage Production via ATP Expenditure. Processes. 2022; 10(5): 962. https://doi.org/10.3390/pr10050962

22. Pollard E., Woodyatt S. The Effect of Temperature on the Formation of T1 and T2r Bacteriophage. Biophysical Journal. 1964; 4(5): 367–385. https://doi.org/10.1016/s0006-3495(64)86789-8