Чувствительность штаммов, выделенных из дальневосточных природных популяций ризобий, к антибактериальным препаратам

Актуальность. Из корневых клубеньков Vigna radiate, Vigna unguiculata и Vigna angularis, взятых из почв Дальнего Востока Российской Федерации, выделено и оставлено для дальнейших исследований 76 штаммов ризобий, отличающихся по своим физиолого-биохимическим характеристикам от B. jponicum и S. fredii.
Методы. Вирулентность новых штаммов ризобий, выделенных в чистую культуру из клубеньков различных зернобобовых культур, определяли методом выращивания бактеризованных семян в пробирках диаметром 20 мм и высотой 200 мм с питательной средой для растений следующего состава, г/л: К₂НРО₄ — 1,0; МgSO₄ — 1,0; CaSO₄ — 0,5; FeSO₄, H₃BO₃, MnSO₄ и (NН₄)₆Мо₇О₂₄ — следы. По наличию клубеньков определяли вирулентность, а по их количеству — интенсивность образования клубеньков за счет изучаемого штамма. Определение первичной оценки внутренней устойчивости штаммов к антибиотикам проводили диско-диффузионным методом. В работе использовали антибиотики: налидиксовую кислоту (30 мкг), карбенициллин (100 мкг), стрептомицин (10 мкг), эритромицин (15 мкг), рифампицин (5 мкг), тетрациклин (30 мкг). После 3–7 дней инкубации при температуре +27…28 °C проводили учет результатов по диаметру зоны подавления роста штамма: до 10 мм — резистентные (R); от 10 до 15 мм — умеренно резистентные (I); от 15 до 25 мм — чувствительные (S); свыше 25 мм — высокочувствительные (HS).
Результаты. Установлено, что у большинства штаммов отмечена резистентность к стрептомицину, эритромицину, рифампицину и налидиксовой кислоте, а наибольшая чувствительность отмечена к тетрациклину и карбенициллину. Штаммы могут быть отнесены к виду Bradyrhizobium elkanii.

1. Zabaloy M.C., Gomez M.A. Diversity of rhizobia isolated from an agricultural soil in Argentina based on carbon utilization and effects of herbicides on growth. Biologi and Fertility of Soils.2005;42:83-88. DOI:10.1007/s00374-005-0012-2.

2. Yong Fa Zhang et al. Bradirhizodium elkanii, Bradirhizodium yuamingense and Bradirhizodium jponicum are the main rhizobium associated with Vigna unguiculata and Vigna radiate in the subtropical region of China. FEMS Microbiol.Lett. 2008; 285: 146-154. DOI:10.1111/j.1574-6968.2008.01169.x

3. Jordan D.S. Transfer of Rhizobium jponicum, Buchanan 1980 to Bradyrhizobium gen.nov., a genus of slow-growing, root nodule bacteria from leguminous plants. Int. J.Syst. Bacteriol.1982; 32: 136-139. DOI:10.1099/00207713-32-1-136.

4. Scholla M.N., Elkan G.H. Rhizobium fredii ssp.nov., a fast growing species that effectively nodulates soybeans. Int J. SystBacteriol. 1984; 34: 484-486. DOI:10.1099/00207713-34-4-484.

5. Chen W.X., Yan G.H., Li J.L. Numerical taxonomic study of fast-growing soybean rhizobia and a proposal that Rhizobium fredii be assigned to Sinorhizobium gen. Nov. Int J SystBacteriol. 1988; 38: 392–397. DOI:10.1099/00207713-38-4-392

6. Kuynkendall L.D., Roy M.A., O'Nell J.J. Fatty Acids, Antibiotic Resistance, and Deoxyribonucleic Acid Homology Groups of Bradyrhizobium japonicum. International Jornal of systematic Bacteriology. 1988; 38(4): 358-361. DOI:10.1099/00207713-38-4-358.

7. Kuykendall L.D., Saxena B., Devine T.E., Udell S.E. Genetic diversity in Bradyrhizobium japonicum Jordan 1982 and a proposal for Bradyrhizobium elkanii sp. nov.Can. J. Microbiol. 1992; 38(6): 501-505. DOI:10.1139/m92-082.

8. Бегун С.А., Тильба В.А., Якименко М.В. Природные популяции ризобий сои и их использование в соевых агроценозах. Инновационная деятельность аграрной науки в Дальневосточном регионе: сб.науч.тр. Владивосток: 2011; С.95-102.

9. Kennedy A.S. Carbon utilization and fatty and profiles for characterization of bacteria. In: Weaver R.W. Angle S., Bottomly P. (eds): Methods of Soil Analisis.Biochemical Properties. Soil Sciences Society of America. Madison: 1994; р.554-556.

10. Swelim D.M., Hashem F.M., Kuykendall L.D., Hegazi N.I.,Wahab S.M. Host specificity and phenotypic diversity of Rhizobium strains nodulating Leucaena, Acacia, and Sebania in Egypt. Biology and Fertility of Soils. 1997; 25: 224-232. DOI:10.1007/s003740050307.

11. Antoun H., Bordeleu L.M., Prevost D. Strain identification in rhizobium melitoti using the antibiotic disk susceptibity test. Plant and soil, 1982; 66: 45-50. DOI:10.1007/BF02203401.

12. Mueller J., Skipper H., Shipe E., Grimes L., Wagner S. Intrinsic antibiotic resistance in Bradyrhizobium japonicum. Soil BiolBiochem. 1988; 20: 879-882. DOI:10.1016/0038-0717(88)90097-1.

13. Date R., Hurse L. Instrinsic antibiotic resistance and serological characterizacion of population of indigenous Bradyrhizobium isolated from nodules of Desmodium intortum and Macroptilium atropureumin three soils of S.E. Queensland. Soil Biology and Biochemistry. 1991; 23: 551-561. DOI:10.1016/0038-0717(91)90112-W.

14. Ladha J.K., So R.B. Nomerical taxonomy of photosynthetic rhizobia nodulating Aeschynomense species. International Journal of Systematic Bacteriology. 1994; 44: 62-63. DOI:10.1099/00207713-44-1-62.

15. Abaidoo R.S., Keyser H.H., Singleton P.W., Borthakur DComparison of molecular and antibiotic resistance profile methods for the population analysis of Bradyrhizobium spp. (TGx) isolates that nodulate the new TGx soybean cutivars in Africa. Journal of Applied Microbiologi. 2002; 92: 109-117. DOI:10.1046/j1365-2672.2002.01518x.

16. Mahaveer P. Sharma, Khushboo Srivastava, Sushil K. Sharma. Biochemical characterization and metabolic diversity of soybean rhizobia isolated from Malwa region of Central India. Plant Soil Environ. 2010; 56(8): 375-383.

17. Berrada H., Nouioui I., IraquiHoussaini M., El. Ghachtouli N. et al. Phenotypic and genotypic characterizations of rhizobia isolated from roof nodules of multiple legume species native of Fez, Marocco. African Journal of Microbiology Researcch. 2012; 6(25): 5314-5324.

18. Subha Dhull, Rajesh Gera, Hardeep Singh S., Ridham Kakar. Phosphate Solubilization Activity of Rhizobial Strains Isolated From Root Nodule of Cluster Bean Plant Native to Indian Soils. Int.J.Curr. Microbiol. App.Sci. 2018; 7(4): 255-266. DOI:10.20546/ijcmas.2018.704.029.

19. Grönemeyer J.L., Hurek T., Bünger W., Reinhold-Hurek B. Bradyrhizobium vignae sp. nov., a nitrogen-fxing symbiont isolated from efective nodules of Vigna and Arachis. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2016; 66: 62–69.

20. Zinga M.K., Jaiswal S.K., Dakora F.D. Presence of diverse rhizobial communities responsible for nodulation of common bean (Phaseolus vulgaris) in South African and Mozambican soils. FEMS Microbiol.. Ecol. 2017; 93: 1-16. DOI:10.1093/femsec/fiw236.

21. Ndungu S. M. et al. Cowpea (Vigna unguiculata L. Walp) hosts several widespread bradyrhizobial root nodule symbionts across contrasting agro-ecological production areas in Kenya. Agric. Ecosyst. Environ. 2018; 261: 161–171.

22. Jaiswal S.K., Dakora F.D. Widespread distribution of highly adapted Bradyrhizobium species nodulating diverse legumes in Africa. Front. Microbiol. 2019. 10: 1-16. DOI:10.3389/fmicb.2019.00310.

23. FadimataY. I. Ibny, Sanjay K. Jaiswal, Mustapha Mohammed, Felix D. Dakora. Symbiotic efectiveness and ecologically adaptive traits of native rhizobial symbionts of Bambara groundnut (Vigna subterranea L. Verdc.) in Africa and their relationship with phylogeny. Scientific Reports. 2019; 9:1-17. DOI:10.1038/s41598-019-48944-1.

24. Puozaa D.K., Jaiswal S. K., Dakora F.D. Phylogeny and distribution of Bradyrhizobium symbionts nodulating cowpea (Vigna unguiculata L. Walp) and their association with the physicochemical properties of acidic African soils. Syst. Appl. Microbiol. 2019; 42: 403–414.

25. Youagang G.H.S., Ngo Nkot L., Asseng C.C., Nyaka Ngolisa A.I.C., Ngakou A., Nwaga D. Isolation and characterization of Legume Nodulating Bacteria Isolated from Common bean (Phaseolus vulgaris L.) nodules. Global Scientific Journal. 2020; 8(5): 1777-1792.

26. Ngo Nkot Laurette, Mba Edou Simon Jérémie,Youagang Gougueu Harris Stephane, Nyaka Ngobissa, Aurelie Irene Laure, Nwaga Dieudonné. In Vitro Assessment of IAA Production and Antibiotics Tolerance of Peanut (Arachis hypogeae L.) Nodulating. Bacteria International Journal of Innovative Science and Research Technology. 2021; 6: 1181-1187.

27. Козлов Р.С., Сидоренко С.В., Кафтырина Л.А., Васильев Н.В., Тарковский И.С. и др. Определение чувствительности микроорганизмов к антимикробным препаратам: клинические рекомендации. 2015. Москва. Режим доступа: https://flm.kz/files/14062184925c1281c1dfd6b.pdf [Дата обращения 21.03. 2020]

28. Kuykendall L. Transfer of R- factor to and between genetically marked sublines of Rhizobium jponicum. Appl. Environ Microbiol. 1979; 37: 862-866.