Лизосомальные катионные белки как основа клеточного и гуморального иммунитета животных: роль нейтрофильных внеклеточных ловушек в иммунном гомеостазе (обзор)

Актуальность. Лизосомальные катионные белки (ЛКБ) гранулоцитарных лейкоцитов (эластаза, катепсин G, протеиназа-3, кальгранулин, кателицидины, дефензины, лактоферрин, протегрины) активны в отношении вирусов, бактерий, грибов, простейших. Отмечаются вопросы физиологических регуляторных, иммунных и патологических воздействий ЛКБ и их производных — нейтрофильных (гетерофильных) внеклеточных ловушек (НВЛ) — на патогены, здоровые клеточные и тканевые структуры организма.
Результаты. Инкреция гранулоцитами ЛКБ реализуется: 1. мерокриновым типом — путем дегрануляции; 2. экзоцитозом и ложной дегрануляцией, то есть процессом декатионизации лизосом, содержащих гранулы катионных протеинов с апокриновым или голокриновым типом секреции. Декатионизация реализует экзоцитоз ЛКБ, экструзию из клетки интактных лизосом с ЛКБ, диффундирование ЛКБ через мембрану лизосом. Реакции дегрануляции лизосом с ЛКБ формируют фаголизосомы и инициируют фагоцитоз, реакции декатионизации лизосом с ЛКБ — обеспечивают формирование и функции НВЛ. НВЛ формируются нелитическим (нелизируемым) и литическим (лизируемым) путем при септическом и асептическом воспалении, при онтогенетическом развитии звеньев иммунитета. НВЛ стереотипно образуются внутрисосудисто при асептическом воспалении, оксидативном стрессе и в физиологическом режиме, при стимуляции гранулоцитов продуктами окислительного метаболизма. На модельном организме птиц (Aves) за счет применения цитохимического теста с высокочувствительным кислотно-щелочным бромфеноловым синим индикатором изучены субклеточные и клеточные проявления физиологической возрастной иммунной активности катионных протеинов кумулированных в лизосомах гранулоцитов, изучены неспецифические адаптационные реакции (НАР) позвоночных в раннем постнатальном онтогенезе. В основе формирования НАР реализуются взаимосвязи групп лейкоцитов (лимфоцитов, моноцитов и гранулоцитов) с динамикой их лизосомальных катионных белков. Метод расчета уровня активности и потенциальных возможностей гранулоцитов в фагоцитарных реакциях и при формировании НВЛ включает индексы, характеризующие направления и интенсивность иммунных реакций гранулоцитов с учетом процессов: 1. дегрануляции лизосом с ЛКБ — в инициации клеточного фагоцитарного звена; 2. декатионизации лизосом с ЛКБ — в инициации внеклеточных ловушек, участвующих в реализации гуморального звена иммунитета.

1. Бережная Н.М. Нейтрофилы и иммунологический гомеостаз. Киев: Наукова думка. 1988; 187. ISBN 5-12-000251-X

2. Borregaard N., Cowland J.B. Granules of the Human Neutrophilic Polymorphonuclear Leukocyte. Blood. 1997; 89(10): 3503-3521. https://doi.org/10.1182/blood.V89.10.3503

3. Soehnlein O., Weber C., Lindbom L. Neutrophil granule proteins tune monocytic cell function. Trends in Immunology. 2009; 30(11): 538-546. https://doi.org/10.1016/j.it.2009.06.006

4. Пигаревский В.Е. Зернистые лейкоциты и их свойства. М.: Медицина. 1978; 127.

5. Wu Z. etal. Fumonisin B1 induces chicken heterophil extracellular traps mediated by PAD4 enzyme and P2 x 1 receptor. Poultry Science. 2022; 101(1): 101550. https://doi.org/10.10167j.psj.2021.101550

6. Chen Y etal. Citrinin stimulated heterophil extracellular trap formation in chickens. Molecular Immunology. 2022; 152: 27-34. https://doi.Org/10.1016/j.molimm.2022.09.014

7. Wu H. etal. The release of FB₁-induced heterophil extracellular traps in chicken is dependent on autophagy and glycolysis. Poultry Science. 2023; 102(4): 102511. https://doi.org/10.1016/j.psj.2023.102511

8. Lima-Gomes Pd.S. etal. Chick heterophils release DNA extracellular traps (DETs) in vitro and in vivo upon Aspergillus fumigatus conidia exposure. Microbes and Infection. 2024; 26(3): 105261. https://doi.org/10.1016/j.micinf.2023.105261

9. Brinkmann V., Zychlinsky A. Beneficial suicide: why neutrophils die to make NETs. Nature Reviews Microbiology. 2007; 5(8): 577-582. https://doi.org/10.1038/nrmicro1710

10. Horwitz M., Benson K.F., Duan Z., Li F.-Q., Person R.E. Hereditary neutropenia: dogs explain human neutrophil elastase mutations. Trends in Molecular Medicine. 2004; 10(4): 163-170. https://doi.org/10.1016/j.molmed.2004.02.002

11. Brinkmann V. et al. Neutrophil Extracellular Traps Kill Bacteria. Science. 2004; 303(5663): 1532-1535. https://doi.org/10.1126/science.1092385

12. Averhoff P, Kolbe M., Zychlinsky A., Weinrauch Y Single Residue Determines the Specificity of Neutrophil Elastase for Shigella Virulence Factors. Journal of Molecular Biology. 2008; 377(4): 1053-1066. https://doi.org/10.1016/jJmb.2007.12.034

13. Urban C.F. et al. Neutrophil Extracellular Traps Contain Calprotectin, a Cytosolic Protein Complex Involved in Host Defense against Candida albicans. PLoS Pathogens. 2009; 5(10): e1000639. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1000639

14. Bianchi M., Niemiec M.J., Siler U., Urban C.F., Reichenbach J. Restoration of anti-Aspergillus defense by neutrophil extracellular traps in human chronic granulomatous disease alter gene therapy is calprotectin-dependent. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 2011; 127(5): 1243-1252.e7. https://doi.org/10.1016/jJaci.2011.01.021

15. Chen C.X.-J., Soto I., Guo Y-L., Liu Y Control of Secondary Granule Release in Neutrophils by Ral GTPase. Journal of Biological Chemistry. 2011; 286(13): 11724-11733. https://doi.org/10.1074/jbc.M110.154203

16. Серов В.В., Шехтер А.Б. Соединительная ткань: функциональная морфология и общая патология. М.: Медицина. 1981; 312.

17. Witko-Sarsat V., Rieu P, Descamps-Latscha B., Lesavre P, Halbwachs-Mecarelli L. Neutrophils: Molecules, Functions and Pathophysiological Aspects. Laboratory Investigation. 2000; 80(5): 617-653. https://doi.org/10.1038/labinvest.3780067

18. Soehnlein O., Lindbom L., Weber C. Mechanisms underlying neutrophil-mediated monocyte recruitment. Blood. 2009; 114(21): 4613-4623. https://doi.org/10.1182/blood-2009-06-221630

19. Нестерова И.В., Колесникова Н.В., Чудилова Г.А., Ломтатидзе Л.В., Ковалева С.В., Евглевский А.А. Нейтрофильные гранулоциты: новый взгляд на «старых игроков» на иммунологическом поле. Иммунология. 2015; 36(4): 257-265. https://www.elibrary.ru/umhqkj

20. Mocsai A. Diverse novel functions of neutrophils in immunity, inflammation, and beyond. Journal of Experimental Medicine. 2013; 210(7): 1283-1299. https://doi.org/10.1084/jem.20122220

21. Sheshachalam A., Srivastava N., Mitchell T., Lacy P, Eitzen G. Granule protein processing and regulated secretion in neutrophils. Frontiers in Immunology. 2014; 5: 448. https://doi.org/10.3389/fimmu.2014.00448

22. Bystrom J., Amin K., Bishop-Bailey D. Analysing the eosinophil cationic protein — a clue to the function of the eosinophil granulocyte Respiratory Research. 2011; 12: 10. https://doi.org/10.1186/1465-9921-12-10

23. Clark R.A., Olsson I., Klebanoff S.J. Cytotoxicity for tumor cells of cationic proteins from human neutrophil granules. Journal of Cell Biology. 1976; 70(3): 719-723. https://doi.org/10.1083/jcb.70.3J19

24. Tal T., Sharabani M., Aviram I. Cationic proteins of neutrophil azurophilic granules: protein-protein interaction and blockade of NADPH oxidase activation. Journal of Leukocyte Biology. 1998; 63(3): 305-311. https://doi.org/10.1002/jlb.63.3.305

25. Papayannopoulos V. Neutrophil extracellular traps in immunity anc disease. Nature Reviews Immunology. 2018; 18(2): 134-147. https://doi.org/10.1038/nri.2017.105

26. Thiam H.R., Wong S.L., Wagner D.D., Waterman C.M. Cellular Mechanisms of NETosis. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 2020; 36: 191-218. https://doi.org/10.1146/annurev-ceNbio-020520-111016

27. Cochrane C.G. The participation of cells in the inflammatory injury of tissue. The Journal of Investigative Dermatology. 1975; 64(5): 301-306. https://doi.org/10.1111/1523-1747.ep12512255

28. Ranadive N.S., Cochrane C.G. Mechanism of Histamine Release from Mast Cells by Cationic Protein (Band 2) from Neutrophil Lysosomes. The Journal of Immunology. 1971; 106(2): 506-516. https://doi.org/10.4049/jimmunol.106.2.506

29. Нагоев Б.С. Очерки о нейтрофильном гранулоците. Нальчик: Эльбрус. 1986; 142.

30. Шубич М.Г. Выявление катионного белка в цитоплазме лейкоцитов с помощью бромфенолового синего. Цитология. 1974; 16(10): 1321-1322. https://www.elibrary.ru/qbthxd

31. Нагоев Б.С. Качественные и количественные показатели лизосомального катионного белка лейкоцитов у здоровых людей. Лабораторное дело. 1983; (6): 6-9.

32. Дробот Г.П., Забиякин В.А., Степанова А.Е., Смоленцев С.Ю. Динамика цитохимических показателей псевдоэозинофилов крови цесарок. Российская сельскохозяйственная наука. 2017; (1): 42-44. https://www.elibrary.ru/xtdnvf

33. Колесник Е.А., Дерхо М.А., Лебедева И.А. Комплексная морфофизиологическая характеристика иммунного лизосомального катионного белка лейкоцитов в раннем онтогенезе бройлерных кур. Ученые записки Казанского университета. Серия: Естественные науки. 2019; 161(3): 440-458. https://doi.org/10.26907/2542-064X.2019.3.440-458

34. Pourtabrizi M., Shahtahmassebi N., Sharifmoghadam M.R. Bromophenol blue doped in nano-droplet: spectroscopy, nonlinear optical properties and Staphylococcus aureus treatment. Optical and Quantum Electronics. 2021; 53: 1. https://doi.org/10.1007/s11082-020-02634-9

35. Plaza-Garrido M., Salinas-Garcia M.C., Alba-Elena D., Martinez J.C., Camara-Artigas A. Lysozyme crystals dyed with bromophenol blue: where has the dye gone?. Acta Crystallographica Section D: Structural Biology. 2020; 76(9): 845-856. https://doi.org/10.1107/S2059798320008803

36. Barron A.J., Agrawal S., Lesperance D.N.A., Doucette J., Calle S., Broderick N.A. Microbiome-derived acidity protects against microbial invasion in Drosophila. Cell Reports. 2024; 43(4): 114087. https://doi.org/10.1016Zj.celrep.2024.114087

37. Pastore A., Badocco D., Cappellin L., Pastore P Modeling the Dichromatic Behavior of Bromophenol Blue to Enhance the Analytical Performance of pH Colorimetric Sensor Arrays. Chemosensors. 2022; 10(2): 87. https://doi.org/10.3390/chemosensors10020087

38. Мазинг Ю.А. Функциональная морфология катионных белков лизосом нейтрофильных гранулоцитов. Вопросы медицинской химии. 1990; 36(6): 8-10.

39. Chuammitri Р, Ostojic J., Andreasen C.B., Redmond S.B., Lamont S.J., Palic D. Chicken heterophil extracellular traps (HETs): Novel defense mechanism of chicken heterophils. Veterinary Immunology and Immunopathology. 2009; 129(1-2): 126-131. https://doi.org/10.1016/j.vetimm.2008.12.013

40. Jones M.P Avian Hematology. Clinics in Laboratory Medicine. 2015; 35(3): 649-659. https://doi.org/10.1016/j.cll.2015.05.013

41. Колесник Е.А. Цитофизиологические и математические критерии оценки фаголизосом и нейтрофильных внеклеточных ловушек в клеточном и гуморальном звеньях иммунитета. 2nd Congress of the International Society for Clinical Physiology and Pathology(ISCPP2024). Moscow. 2024; 24-26. https://doi.org/10.5281/zenodo.13739047

42. Колесник Е.А., Дерхо М.А. Об участии гипофизарно-адренокортикальных гормонов в регуляции клеточного пула крови у цыплят-бройлеров. Проблемы биологии продуктивных животных. 2018; (1): 64-74. https://doi.org/10.25687/1996-6733.prodanimbiol.2018.1.64-74

43. Rada B. Neutrophil Extracellular Traps. Knaus U., Leto T. (eds.). NADPH Oxidases. Methods in Molecular Biology. New York, NY: Humana. 2019; 1982: 517-528. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9424-3_31

44. Metzler K.D., Goosmann C., Lubojemska A., Zychlinsky A., Papayannopoulos V. A Myeloperoxidase-Containing Complex Regulates Neutrophil Elastase Release and Actin Dynamics during NETosis. Cell Reports. 2014; 8(3): 883-896. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2014.06.044

45. Kharisma V.D. etal. Garcinoxanthones from Garcinia mangostana L. tackle SARS-CoV-2 infection and cytokine storm pathway inhibition: A viroinformatics study. Journal of Pharmacy and Pharmacognosy Research. 2023; 11(5): 743-756. https://doi.org/10.56499/jppres23.1650_11.5J43

46. Колесник Е.А., Дерхо М.А., Ребезов М.Б. Формы дегенерации клеток крови, их физиологическое и клиническое значение, механизмы образования, тени клеток в мазках крови птиц. Аграрная наука. 2024; (1): 65-74. https://doi.org/10.32634/0869-8155-2024-378-1-65-74

47. Branzk N. etal. Neutrophils sense microbe size and selectively release neutrophil extracellular traps in response to large pathogens. Nature Immunology 2014; 15(11): 1017-1025. https://doi.org/10.1038/ni.2987

48. Delgado-Rizo V., Martinez-Guzman M.A., Iniguez-Gutierrez L., Garcia-Orozco A., Alvarado-Navarro A., Fafutis-Morris M. Neutrophil Extracellular Traps and Its Implications in Inflammation: An Overview. Frontiers in Immunology. 2017; (8): 81. https://doi.org/10.3389/fimmu.2017.00081

49. Pilsczek F.H. et al. A Novel Mechanism of Rapid Nuclear Neutrophil Extracellular Trap Formation in Response to Staphylococcus aureus. The Journal of Immunology. 2010; 185(12): 7413-7425. https://doi.org/10.4049/jimmunol.1000675

50. de Bont C.M., Koopman W.J.H., Boelens W.C., Pruijn G.J.M. Stimulus-dependent chromatin dynamics, citrullination, calcium signalling and ROS production during NET formation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) — Molecular Cell Research. 2018; 1865(11-A): 1621-1629. https://doi.org/10.1016/j.bbamcr.2018.08.014

51. Gupta A.K., Giaglis S., Hasler P, Hahn S. Efficient Neutrophil Extracellular Trap Induction Requires Mobilization of Both Intracellular and Extracellular Calcium Pools and Is Modulated by Cyclosporine A. PloS ONE. 2014; 9(5): e97088. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0097088

52. Rossaint J. et al. Synchronized integrin engagement and chemokine activation is crucial in neutrophil extracellular trap-mediated sterile inflammation. Blood. 2014; 123(16): 2573-2584. https://doi.org/10.1182/blood-2013-07-516484

53. Keshari R.S. et al. Cytokines Induced Neutrophil Extracellular Traps Formation: Implication for the Inflammatory Disease Condition. PloS ONE. 2012; 7(10): e48111. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0048111

54. Schappe M.S. et al. Chanzyme TRPM7 Mediates the Ca2+ Influx Essential for Lipopolysaccharide-Induced Toll-Like Receptor 4 Endocytosis and Macrophage Activation. Immunity. 2018; 48(1): 59-74.e5. https://doi.org/10.1016/j.immuni.2017.11.026

55. Wang Y et al. Histone hypercitrullination mediates chromatin decondensation and neutrophil extracellular trap formation. Journal of Cell Biology. 2009; 184(2): 205-213. https://doi.org/10.1083/jcb.200806072

56. Kenny E.F. et al. Diverse stimuli engage different neutrophil extracellular trap pathways. eLife. 2017; 6: e24437. https://doi.org/10.7554/eLife.24437

57. Fuchs T.A. et al. Novel cell death program leads to neutrophil extracellular traps. Journal of Cell Biology. 2007; 176(2): 231-241. https://doi.org/10.1083/jcb.200606027

58. Sun B. et al. Citrullination of NF-kB p65 promotes its nuclear localization and TLR-induced expression of IL-1 p and TNFa. Science Immunology. 2017; 2(12): eaal3062. https://doi.org/10.1126/sciimmunol.aal3062

59. Li Y, Werth V.P., Mall M., Liu M.-L. Nuclear lamin B is crucial to the nuclear envelope integrity and extracellular trap release in neutrophils. bioRxiv. 2019; 647529. https://doi.org/10.1101/647529

60. Ruan J., Xia S., Liu X., Lieberman J., Wu H. Cryo-EM structure of the gasdermin A3 membrane pore. Nature. 2018; 557(7703): 62-67. https://doi.org/10.1038/s41586-018-0058-6

61. Chen K.W. et al. Noncanonical inflammasome signaling elicits gasdermin D-dependent neutrophil extracellular traps. Science Immunology. 2018; 3(26): eaar6676. https://doi.org/10.1126/sciimmunol.aar6676

62. Sollberger G. et al. Gasdermin D plays a vital role in the generation of neutrophil extracellular traps. Science Immunology. 2018; 3(26): eaar6689. https://doi.org/10.1126/sciimmunol.aar6689

63. Renganathan B. et al. Transport and Organization of Individual Vimentin Filaments Within Dense Networks Revealed by Single Particle Tracking and 3D FIB-SEM. bioRxiv. 2024; 2024.06.10.598346. https://doi.org/10.1101/2024.06.10.598346

64. Neubert E. etal. Chromatin swelling drives neutrophil extracellular trap release. Nature Communications. 2018; 9: 3767. https://doi.org/10.1038/s41467-018-06263-5

65. Giridharan S.S.P, Caplan S. MICAL-Family Proteins: Complex Regulators of the Actin Cytoskeleton. Antioxidants & Redox Signaling. 2014; 20(13): 2059-2073. https://doi.org/10.1089/ars.2013.5487

66. Petretto A. etal. Neutrophil extracellular traps (NET) induced by different stimuli: A comparative proteomic analysis. PloS ONE. 2019; 14(7): e0218946. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0218946

67. Deng W. et al. MICAL1 controls cell invasive phenotype via regulating oxidative stress in breast cancer cells. BMC Cancer. 2016; 16: 489. https://doi.org/10.1186/s12885-016-2553-1

68. Chang Y-C. et al. Group B Streptococcus Engages an Inhibitory Siglec through Sialic Acid Mimicry to Blunt Innate Immune and Inflammatory Responses In Vivo. PLoS Pathogens. 2014; 10(1): e1003846. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1003846

69. Secundino I. et al. Host and pathogen hyaluronan signal through human siglec-9 to suppress neutrophil activation. Journal of Molecular Medicine. 2016; 94(2): 219-233. https://doi.org/10.1007/s00109-015-1341-8

70. Khatua B., Bhattacharya K., Mandal C. Sialoglycoproteins adsorbed by Pseudomonas aeruginosa facilitate their survival by impeding neutrophil extracellular trap through siglec-9. Journal of Leukocyte Biology. 2012; 91(4): 641-655. https://doi.org/10.1189/jlb.0511260

71. Beiter K., Wartha F, Albiger B., Normark S., Zychlinsky A., Henriques-Normark B. An Endonuclease Allows Streptococcus pneumoniae to Escape from Neutrophil Extracellular Traps. Current Biology 2006; 16(4): 401-407. https://doi.org/10.1016Zj.cub.2006.01.056

72. Juneau R.A., Stevens J.S., Apicella M.A., Criss A.K. A Thermonuclease of Neisseria gonorrhoeae Enhances Bacterial Escape From Killing by Neutrophil Extracellular Traps. The Journal of Infectious Diseases. 2015; 212(2): 316-324. https://doi.org/10.1093/infdis/jiv031

73. Wartha F et al. Capsule and D-alanylated lipoteichoic acids protect Streptococcus pneumoniae against neutrophil extracellular traps. Cellular Microbiology. 2007; 9(5): 1162-1171. https://doi.org/10.1111/j.1462-5822.2006.00857.x

74. Воробьева Н.В., Пинегин Б.В. Нейтрофильные внеклеточные ловушки: механизмы образования, роль в норме и при патологии (обзор). Биохимия. 2014; 79(12): 1580-1591. https://elibrary.ru/tqqmsn

75. Kawabata K., Hagio T., Matsuoka S. The role of neutrophil elastase in acute lung injury. European Journal of Pharmacology. 2002; 451(1): 1-10. https://doi.org/10.1016/s0014-2999(02)02182-9

76. Xu J. et al. Extracellular histones are major mediators of death in sepsis. Nature Medicine. 2009; 15(11): 1318-1321. https://doi.org/10.1038/nm.2053

77. Thomas G.M. et al. Extracellular DNA traps are associated with the pathogenesis of TRALI in humans and mice. Blood. 2012; 119(26): 6335-6343. https://doi.org/10.1182/blood-2012-01-405183

78. Abrams S.T. et al. Circulating Histones Are Mediators of Trauma-associated Lung Injury. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 2013; 187(2): 160-169. https://doi.org/10.1164/rccm.201206-1037OC

79. Poon I.K.H. et al. Phosphoinositide-mediated oligomerization of a defensin induces cell lysis. eLife. 2014; 3: e01808. https://doi.org/10.7554/eLife.01808

80. Horwitz D.A., Fahmy T.M., Piccirillo C.A., La Cava A. Rebalancing Immune Homeostasis to Treat Autoimmune Diseases. Trends in Immunology. 2019; 40(10): 888-908. https://doi.org/10.1016/j.it.2019.08.003

81. Saba H.I., Roberts H.R., Herion J.C. The Anticoagulant Activity of Lysosomal Cationic Proteins from Polymorphonuclear Leukocytes. Journal of Clinical Investigation. 1967; 46(4): 580-589. https://doi.org/10.1172/JCI105559

82. Fuchs T.A. et al. Extracellular DNA traps promote thrombosis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2010; 107(36): 15880-15885. https://doi.org/10.1073/pnas.1005743107

83. Brill A. et al. von Willebrand factor-mediated platelet adhesion is critical for deep vein thrombosis in mouse models. Blood. 2011; 117(4): 1400-1407. https://doi.org/10.1182/blood-2010-05-287623

84. Etulain J., Martinod K., Wong S.L., Cifuni S.M., Schattner M., Wagner D.D. P-selectin promotes neutrophil extracellular trap formation in mice. Blood. 2015; 126(2): 242-246. https://doi.org/10.1182/blood-2015-01-624023

85. Monfregola J., Johnson J.L., Meijler M.M., Napolitano G., Catz S.D. MUNC13-4 Protein Regulates the Oxidative Response and Is Essential for Phagosomal Maturation and Bacterial Killing in Neutrophils. Journal of Biological Chemistry. 2012; 287(53): 44603-44618. https://doi.org/10.1074/jbc.M112.414029

86. Hakkim A. etal. Impairment of neutrophil extracellular trap degradation is associated with lupus nephritis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2010; 107(21): 9813-9818. https://doi.org/10.1073/pnas.0909927107