Трехмерная рентгеновская микротомография сердца куриного эмбриона в раннем периоде эмбриогенеза

Актуальность. Модель куриного эмбриона идеально подходит для изучения развития сердца, являющегося первым функционирующим органом в эмбриогенезе. Особое внимание привлекает зародышевый период, когда эмбриональное сердце одновременно и функционирует, и формируется, а небольшие отклонения в этом процессе могут привести к аномалиям развития. Текущее отсутствие результатов точных измерений отдельных структур сердца куриного эмбриона требует проведения качественной визуализации, сложность проведения которой определяется динамичными изменениями в морфологии сердца, маленькими размерами и сложными пространственными деталями органа. Незаменимыми инструментами в этом аспекте выступают методы трехмерной визуализации, среди которых особые преимущества имеет рентгеновская микротомография.

Методы. Сканирование эмбрионов (4–8-е сутки, эмбриональные стадии — HH22–HH34) проводилось с использованием рентгеновского микротомографа высокого разрешения Skyscan 1176. В качестве контраста использовался 1%-ный раствор фосфорно-вольфрамовой кислоты. Постобработка, реконструирование, визуализация 3D-изображений, морфометрия и оценка рентгеноплотности осуществлялись с помощью программных пакетов DataViewer (1.5.6.2), CTvox (3.3.0r1403), CT-analyser (1.18.4.0).

Результаты. Полученные результаты складываются из трех компонентов: 1) общая трехмерная рентгеновская микротомографическая визуализация куриных зародышей на ранних стадиях эмбриогенеза с обозначением внутренних органов, позволяющая определить правильность расположения сердца; 2) микротомография сердца с обозначением основных структур; 3) морфометрические параметры зародыша, сердца и их рентгенплотность в единицах шкалы Хаунсфилда (HU). Использованный методический подход показал высокую эффективность. При увеличение линейных размеров куриного зародыша и внутренних органов, в том числе сердца сохраняется высокий уровень как общей рентгенконрастности так и диффконтрастности. На всех изученных стадиях зародышевого периода эмбриогенеза (4–8-е сутки; HH22–HH34) выявлены основные визуальные и количественные характеристики морфогенеза сердца.

1. Garcia P., Wang Y., Viallet J., Macek Jilkova Z. The Chicken Embryo Model: A Novel and Relevant Model for Immune-Based Studies. Frontiers in Immunology. 2021; 12: 791081. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.791081

2. Chen L. et al. Dynamic 3D-morphology of chick embryos and allantois depicted nondestructively by 3.0T clinical magnetic resonance imaging. Poultry Science. 2023; 102(9): 102902. https://doi.org/10.1016/j.psj.2023.102902

3. Vimalraj S., Renugaa S., Dhanasekaran A. Chick embryo chorioallantoic membrane: a biomaterial testing platform for tissue engineering applications. Process Biochemistry. 2023; 124: 81–91. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2022.11.007

4. Wittig J.G., Münsterberg A. The Early Stages of Heart Development: Insights from Chicken Embryos. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 2016; 3(2): 12. https://doi.org/10.3390/jcdd3020012

5. Vilches-Moure J.G. Embryonic chicken (Gallus gallus domesticus) as a model of cardiac biology and development. Comparative Medicine. 2019; 69(3): 184–203. https://doi.org/10.30802/AALAS-CM-18-000061

6. Lansford R., Rugonyi S. Follow Me! A Tale of Avian Heart Development with Comparisons to Mammal Heart Development. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 2020; 7(1): 8. https://doi.org/10.3390/jcdd7010008

7. Ma Y. et al. OCT based four-dimensional cardiac imaging of a living chick embryo using an impedance signal as a gating for post-acquisition synchronization. Biomedical Optics Express. 2022; 13(12): 6595–6609. https://doi.org/10.1364/BOE.476254

8. Raiola M., Sendra M., Torres M. Imaging Approaches and the Quantitative Analysis of Heart Development. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 2023; 10(4): 145. https://doi.org/10.3390/jcdd10040145

9. Sukumaran V., Mutlu O., Murtaza M., Alhalbouni R., Dubansky B., Yalcin H.C. Experimental assessment of cardiovascular physiology in the chick embryo. Developmental Dynamics. 2023. https://doi.org/10.1002/dvdy.589

10. Metscher B.D. MicroCT for developmental biology: A versatile tool for high-contrast 3D-imaging at histological resolutions. Developmental Dynamics. 2009; 238(3): 632–640. https://doi.org/10.1002/dvdy.21857

11. Hamburger V., Hamilton H.L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Developmental Dynamics. 1992; 195(4): 231–272. https://doi.org/10.1002/aja.1001950404

12. Bjørnstad S., Austdal L.P.E., Roald B., Glover J.C., Paulsen R.E. Cracking the Egg: Potential of the Developing Chicken as a Model System for Nonclinical Safety Studies of Pharmaceuticals. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 2015; 355(3): 386–396. https://doi.org/10.1124/jpet.115.227025

13. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition. American Veterinary Medical Association. 2020; 121. ISBN 978-1-882691-09-8 13. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition. American Veterinary Medical Association. 2020; 121. ISBN 978-1-882691-09-8

14. Rzhepakovsky I. et al. Anti-arthritic effect of chicken embryo tissue hydrolyzate against adjuvant arthritis in rats (X-ray microtomographic and histopathological analysis). Food Science & Nutrition. 2021; 9(10): 5648–5669. https://doi.org/10.1002/fsn3.2529

15. Nagdalian A.A. et al. Analysis of the content of mechanically separated poultry meat in sausage using computing microtomography. Journal of Food Composition and Analysis. 2021; 100: 103918. https://doi.org/10.1016/j.jfca.2021.103918

16. Рагозина М.Н. Развитие зародыша домашней курицы в его соотношении с желтком и оболочками яйца (с таблицами последовательных стадий развития). М.: Издательство Академии наук СССР. 1961; 167.

17. Петренко В.М. Морфогенез задней полой вены в эмбриогенезе домашней курицы. I. Закладка. Успехи современного естествознания. 2014; (5-2): 90–93. https://elibrary.ru/sdzgvb

18. Петренко В.М. Морфогенез задней полой вены в эмбриогенезе домашней курицы. II. Формирование ствола. Успехи современного естествознания. 2014; (9-1): 55–58. https://elibrary.ru/sjlpsx

19. Zhang X., Yelbuz T.M., Cofer G.P., Choma M.A., Kirby M.L., Johnson G.A. Improved preparation of chick embryonic samples for magnetic resonance microscopy. Magnetic Resonance in Medicine. 2003; 49(6): 1192–1195. https://doi.org/10.1002/mrm.10460

20. Kim J.S., Min J., Recknagel A.K., Riccio M., Butcher J.T. Quantitative Three-Dimensional Analysis of Embryonic Chick Morphogenesis Via Microcomputed Tomography. The Anatomical Record. 2010; 294(1): 1–10. https://doi.org/10.1002/ar.21276

21. Martinsen B.J. Reference guide to the stages of chick heart embryology. Developmental Dynamics. 2005; 233(4): 1217–1237. https://doi.org/10.1002/dvdy.20468

22. Ruffins S.W. et al. Digital Three-Dimensional Atlas of Quail Development Using High-Resolution MRI. The Scientific World Journal. 2007; 7: 259090. https://doi.org/10.1100/tsw.2007.125

23. Tan G.X.Y., Jamil M., Tee N.G.Z., Zhong L., Yap C.H. 3D-reconstruction of Chick Embryo Vascular Geometries Using Non-invasive High-Frequency Ultrasound for Computational Fluid Dynamics Studies. Annals of Biomedical Engineering. 2015; 43(11): 2780–2793. https://doi.org/10.1007/s10439-015-1339-y

24. Wang Y. et al. Aortic Arch Morphogenesis and Flow Modeling in the Chick Embryo. Annals of Biomedical Engineering. 2009; 37(6): 1069–1081. https://doi.org/10.1007/s10439-009-9682-5